domingo, 4 de junio de 2017

   PREPARAR CALDO EMB NORMAL  18/04/2017


150ml caldo EMB  (tubo) normal




Pesamos los 5,7g en un vidrio reloj, seguidamente lo echamos en un Erlenmeyer con 150ml de agua.
Necesitamos tubos y placas Petri



Primeros lo metemos en el microondas



 


       





  
                                                  
MEDIOS DE CULTIVO:   4/04/2017

Preparación.


150ml de PCA

PCA Medio general se utiliza para hacer recuento en placa

Medimos en probeta

calculo

23,5---------------1000ml
   x------------------150         = 1000x =3,525
                                               x= 3,525/1000 =3,53gr



Procedimiento:

Pesamos e PCA en un vidrio reloj, los 150ml y el PCA se mezcla en el bote, y se mete en el microondas, sin poner el tapón, a continuación lo ponemos en el autoclave 120ºC, sin enroscar totalmente el tapón.

procedimiento para abrir el autoclave, ponerle agua destilada, que no pase por encima de la rejilla.


P3 121ºC  20min                        







Para comenzar se le da tecla Start , hay dos válvulas; Dain--drenaje
                                                                                       Stream--vapor
tardara 15min en coger la Tº 80º , cuando llegamos a 80º, cerramos, a los 121º esteriliza, a los 20min pita y empieza a disminuir la Tº y baja la presión, cuando llega a 100º, podemos abrir poco a poco el autoclave, sacamos nuestro Erlenmeyer y lo dejamos enfriar lo ponemos en un bol con agua y lo vamos controlando de vez en cuando para que no se solidifique en el Erlenmeyer.

En cuanto a la placa Petri, rotulamos la parte de abajo, en el borde externo, en la periferia de la placa de abajo, ponemos PCA y la fecha en la que se ha hecho.

En relación al camping gas, cuando la llama esta azul es cuando más esteriliza, abrimos el bote flameamos la boca y llenamos la placa Petri, poco menos de la mitad., luego la dejamos que se solidifique.







TINCION DE GRAM

OBJETIVOS.

Realizar la Tinción de Gram de una muestra de agua correcta.

FUNDAMENTO:

Diferenciar mediante la Tinción entre las paredes celulares de las bacterias Gram negativa y Gram positiva. Mientras que la pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa depeptidoglicano, además de dos clases de acidos teicoicos , la capa de peptidoglicano  de las Gram negativas es delgada y se encuentra y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior, por medio de lipoproteínas. por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas diferencias constitutivas de su pared . La clave es el peptodidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor cantidad que las Gram negativas.

MATERIALES

Cubeta de cristal
Mechero bunsen
Vaso de precipitado
Puente de tinción
Asa de siembra
Pipeta pasteur
Portaobjetos
Papel secante
Agua destilada

REACTIVOS

Cristal violeta
Lugol
Acetona( 30% de acetona y 70% Etanol)
Safranina

PROCEDIMIENTO

1 .Ponemos una cubeta y sobre el un puente de tinción que es sobre lo que vamos a trabajar, siempre poniendo un papel para trabajar.

2. Cogemos un portaobjetos y si es un medio solido añadimos una gota de solución salina si es liquido no hace falta.

3. Cogemos una colonia de la muestra que vamos a tintar y esparcimos por el centro del portaobjetos de forma que quede delimitado por el centro pero bien extendido para evitar grumos.

4. Secamos el contenido del portaobjetos al aire libre o bien mediante una llama en el mechero bunsen teniendo cuidado de no quemar mas la muestra, cuando se seque pasamos 4o 5 veces mas la muestra para fijar los microorganismos.

5. Empezamos la primera tincion con el cristal violeta durante un minuto para que se impregne lo suficiente del tinte, este dará color a las Gram positivas.

6. Lavar con abundante agua corriente el exceso de colorante , es importante lavar durante 4 o 5 veces siempre quitando todo el exceso posible de tinte hasta que el porta objetos tenga  tenga la zona con la muestra con un tenue color azulado

7. Ahora añadiremos Lugol durante un minuto a la muestra actuara como una laca fijando bien el tinte a las células que lo tengan.

8. Lavar otra vez con agua en exceso para eliminar bien repetir durante 3 o 4 veces mas.

9. Ahora procedemos a utilizar el alcohol- acetona 7 :3 verteremos gota a gota en el portaobjetos inclinado durante unos 40 s

10. Lavar con abundante agua en exceso otra vez pero en este caso para para asegurarnos que se elimina todo el disolvente, es importante este paso.

11. Por ultimo añadiremos la Safranina , que es el segundo colorante que usaremos o colorante de contraste para darle la tinción a las bacterias Gram negativas. Lo haremos durante un minuto.

12. Lavar con abundante agua en exceso.

13. Dejaremos secar la preparación para poder ser utilizada en el microscopio.

14. Examinar la composición de la placa al microscopio, pudiendo ir con el revolver de mas lejano a cercano o rápidamente con el objetivo 100x y aceite de inmersión.

MEDIDAS DE PREVENCION

Nunca utilizar acetona pura porque eliminaría completamente la tinción.
Usar guante a la hora de hacer la tinción.
Presencia de bacilococos en la muestra de color rojo claro.









FUNDAMENTO DEL AUTOCLAVE

OBJETIVO: destruye toda forma de vida tanto microorganismos patógenos como no patógenos.

FUNDAMENTO: utiliza el vapor de agua como agente esterilizante.


    - Se trata ce un tambor cilíndrico que genera calor gracias a una caldera que contiene agua

    - los dos parámetros mas importantes, son la temperatura unos 121ºC , y el tiempo unos 20min.

PROCEDIMIENTO.

-Se rellena el autoclave con agua destilada, hasta cubrir los orificios que hay en la parte baja del autoclave.

-Se introduce el material que se quiere esterilizar en el interior de una cesta.

- El aparato consta de dos válvulas que en el momento del encendido deben permanecer la del agua (drain) cerrada y la del vapor (steam) abierta

- Se pulsa el botón de encendido (verde) , y seguidamente el de start/ stop

- al llegar a los 121ºC , comenzara una cuenta atrás de 20min, al terminar ese tiempo el autoclave pitara y podremos abrir poco a poco la valvula de vapor (stream), para que la presión vaya bajando poco apoco.

- La temperatura y la presión comenzaran a bajar. Cuando la presión alcance los 0º y la temperatura unos 90- 100ºC, se gira completamente la válvula de vapor, y se puede abrir poco apoco para que el vapor vaya saliendo.

- Se saca el material esterilizado de la cesta, y se abre la válvula de agua ( drain ) para desaguarla, asi el procedimiento ha finalizado.

AGAR MACKONKEY


UTILIDAD

Se usa ampliamente en microbiología por sus propiedades al utilizarse para el aislamiento y cultivo de bacilos Gram negativos de fácil desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos.
Sirve como selector de bacterias lactosafilas en muestras clínicas de agua y alimentos.

COMPOSICION

Peptona
Pluripectona
Lactosa
Mezcla de sales biliares
Cloruro de Sodio
Agar
Rojo Neutro
Cristal violeta

FORMA DE PREPARACION

1º Prepara una solución con la formula siguiente:

Formula GR/L
2º Suspender 50gr/l de agar y reposar 5min y mezclar hasta uniformar.
3º calentar suavemente y hervir a 1 0 2 min hasta disolver.
4º esterilizar en autoclave a 121º durante 15min

DESCRIPCION

El Agar MacConKey es un tipo de gelatina que se produce de unas algas rojas.






AGAR LEVIGE EMB


UTILIDAD

Es un medio de cultivo usado para el aislamiento y diferenciación de E. coli.
Es un medio selectivo y diferencial adecuado para el crecimiento de enterobacterias, que inhibe el crecimiento de bacterias Gram positivas y permite la diferenciación de bacterias fermentadoras y no fermentadoras de lactosa dando lugar a colonias incoloras, las no fermentadoras, y colonias de color azulado- negro con cierto brillo metálico, las fermentadoras.

COMPOSICIÓN

Peptona.
Lactosa
Fosfato dipotásico
Eosina
Azul de metilo
Agar

DESCRIPCION

Tiene un aspecto purpureo, aunque naranja tras su esterilización, es semisólido,y esta destinado a cultivo en placa.

FORMA DE PREPARACION

Disolver 37,5g de medio en un litro de agua destilada. calentar hasta ebullición, agitando para su completa disolución. Repartir en tubos o frascos. autoclave a 121ºC durante 15min.












RECUENTO POR FILTACIÓN

OBJETIVO
Al finalizar, el trabajo practico , el estudiante estará en capacidad, mediante la consulta bibliográfica y la aplicación de las técnicas microbiológicas, de realizar el control microbiológico del agua de proceso, utilizando la técnica de la membrana filtrante.

FUNDAMENTO

Este método se fundamenta en determinar el numero y tipo de microorganismos presentes en una muestra de agua de proceso, por medio de la filtración de la misma a través de una membrana filtrante con poros de tamaño adecuado, la consiguiente retención de microorganismos sobre dicha membrana y el cultivo de los mismos en diferentes agares de acuerdo al tipo de micoorganismos.

MATERIALES

Muestra de agua de proceso Agua Peptonada.
Placas esteriles con medio ENDO
Placas esteriles con agar MacConkey
Membranas filtrantes esteriles
Bomba de vacio
Pinzas esteriles
Estufa

PROCEDIMIENTO

A-Colocar una menbrana filtrante esteril , bajo condiciones asépticas, sobre el centro del portafiltro, usando unas pinzas esteriles, con la superficie cuadriculada hacia arriba.

B-Ensamblar el equipo , colocando el dispositivo de filtración y asegurando con una pinza

C- verter 100ml de la muestra de agua , en el portrafiltro y proceder a filtrar.

D- Lavar el embudo con aproximadamente 100ml de agua peptonada al 0,1%

C- Remover la parte superior del portrafiltro y con una pinza esteril transferir la membrana a la placa Petri que contiene el medio de cultivo correspondiente que se va a identificar

D- Al colocar la membrana, evitar la formación de burbujas, entre esta y el medio de cultivo

E- Esperar aproximadamene 20 minutos, para permitir la adhesión de la membrana al medio

F- Con excepción de las placas de agar Sabouraud, incubar las placas en forma invertida, a las diferentes temperaturas y tiempos, de acuerdo al microorganismos investigado.

Agar ENDO incubación 35º







RECUENTO COILIFORMES TOTALES POR FILTRACIÓN

- MEDIO AGAR ENDO.

OBJETIVO:

Contar las UFC/ml de coliformes totales en 100ml de muestra a través de filtración en vacio, en un medio endo.

Intro de fundamento

Son bacilos Gram negativos aerobios y anaerobios facultativos no esporulados. Del grupo - coliforme-  forma parte varios generos: Escherichiacoli , Enterobacter, Citrobacter.

El uso de coliformes como indicador sanitario puede aplicarse para:

-La detección de practicas sanitarias deficientes en el manejo y en la fabricación de los alimentos.

-La evaluación microbiológica de un producto, aunque su presencia no necesariamente implica un riesgo sanitario, cuando los coliformes son de origen no fecal.

-Evaluación de la eficiencia de practicas sanitarias he higiene en el equipo.

-La calidad sanitaria del hielo y los distintos tipos de agua utilizados en las diferentes áreas del procesamiento de alimentos.

FUNDAMENTO

Los coliformes resisten la presencia de bilis en el medio de cultivo; cuando se desarrollan en ABRV
el acido producido por la fermentación de lactosa, ocasiona el vire del indicador rojo neutro y lña precipitación de las sales viliares por lo que las colonias son rojo oscuro y generalmente están rodeadas de un halo de sales biliares precipitadas de color rojo claro o rosa

MATERIALES Y REACTIVOS

Vaso de precipitado
Embudo
Probeta 100ml
Pipeta Pasteur
Matraz Kitasato
Alcohol
Placa Petri esteril
Pinzas
Mechero bunsen
Mechero
filtro reticulado

PROCEDIMIENTO

Cogemos 100ml de agua de muestra, vertimos y enrasamos en la probeta con la Pipeta Pasteur.

Ahora filtramos al vacio el agua el agua de muestra

Preparamos para la filtración al vacio el matraz kitasato : preparamos la bomba de vacio , matraz Kitasato y mechero bunsen. Echamos un poco de alcohol en un vaso de precipitado , agua destilada esteril en una placa Petri y encendemos el mechero . Mojamos las pinzas en alcohol y flameamos rápidamente en el mechero Bunsen . Tomamos el filtro y lo metemos en agua destilada esteril y retiramos el papel de filtro reticulado y colocandolo sobre el matraz. Flameamos las pinzas de nuevo y procedemos a verter la mezcla sobre el embudo del matraz y encendemos la bomba de vacio. Una vez filtrado, volvemos a flamear las pinzas y tomamos el filtro reticulado, colocándolo, con cuidado de no dejar burbujas, sobre el medio ENDO.

Ponemos fecha y nombre de practica en la placa para identificarla, y metemos en el horno a 40º




RECUENTO ENTEROCOCOS FECALES POR FILTRACIÓN



OBJETIVO
Contar las UFC/ml de enterococos fecales en 100 ml, (1:1), a través de filtración al vacío, en un medio Slanetz-Barnley
FUNDAMENTO
Es el indicador bacteriológico más eficiente para evaluar la calidad de agua de mar para uso recreativo, debido a que es muy resistente a las condiciones salinas de este medio y además, está relacionado directamente con gastroenteritis, enfermedades respiratorias, conjuntivitis y dermatitis, entre otras. 

MATERIALES Y REACTIVOS







  • Placa Petri estéril
  • Pinza
  • Mechero Bunsen
  • Filtro reticulado
  • Vaso de precipitado x2(agua destilada estéril, agua , alcohol)
  • Embudo
  • Probeta 100 ml
  • Pipeta Pasteur
  • Matraz Kitasato
  • Alcohol
  • Agua Destilada Estéril

  • PROCEDIMIENTO

    Cogemos 100ml de agua  vertimos y enrasamos en la probeta con la pipeta Pasteur.

    Preparamos la bomba de vacío, matraz Kitasato y mechero Bunsen. Echamos un poco de alcohol en un vaso de precipitado, agua destilada estéril en una placa Petri estéril y encendemos el mechero. Mojamos las pinzas en alcohol y flameamos rápidamente en el mechero Bunsen. Tomamos el filtro y lo metemos en agua destilada estéril, retirando el papel de filtro reticulado y colocándolo sobre el matraz. Flameamos las pinzas de nuevo y procedemos a verter la mezcla sobre el embudo del matraz y encendemos la bomba de vacío. Una vez filtrado, volvemos a flamear las pinzas y tomamos el filtro reticulado, colocándolo, con cuidado de no dejar burbujas, sobre el medio Slanetz-Barnley. 


    Ponemos la fecha y nombre de práctica en la placa para identificarla, y metemos en el horno a 40ºC.
        











    ENDO

    Originalmente desarrollado para el aislamiento de Salmonella typhi , pero ahora es usado mayoritariamente como un medio para coliformes. La mayoría de los organismos Gram negativos crecen bien en este medio, mientras que otros microorganismos Gram positivo son inhibidos. Los organismos coliformes fermentan la lactosa en este medio produciendo un color rojo , mientras que los no fermentadores de lactosa producen colonias claras y si color. Ej Salmonella sp.

     Incubación: Incubar las placas en un lugar oscuro durante un periodo de 18 a 24 horas a una temperatura de 35º, en un ambiente aerobio.

    Composición:

    Peptona (nutrientes para el desarrollo de bacterias)
    Fosfato dipotasico ( para conseguir fosfatos)
    Lactosa ( hidratos de carbono para los fermentadores)
    Sulfito de sodio ( para determinar la presencia de sulfurereductores)
    Fucsina (inhibidor de gram positiva
    Agar





    sábado, 25 de marzo de 2017

    ESPECTROFOTOMETRÍA 24/02/2017





    TUBO
    H2SO4
    BACL2
    H20
    1
    0
    0
    7
    2
    0.25
    5
    1.75
    3
    0.5
    5
    1.5
    4
    1
    5
    1
    5
    2
    5
    0



    En primer lugar, cogemos 5 tubos y los colocamos en la gradilla. Echamos 7 ml en el tubo1, y luego vamos echando las cantidades en los siguientes tubos de h2so4, luego echamos el bacl2 a partir del segundo tubo, echamos cada cantidad correspondiente.

    Preparamos tres vasos de precipitado, a uno le echamos h20 , al otro h2so4, y al otro bacl2.

    Ahora preparamos 4 tubos: 2 de h2o del grifo, y otros dos de h20 mineral.

    Ahora tenemos que preparar 2 vasos de precipitado uno de h20 del grifo y otro de h20 mineral.

    Seguidamente echamos 1 ml de de agua del grifo en el tubo 1 y tubo 2, y echamos otro 1ml en el tubo 1 y tubo 2 de agua mineral.

    Al tubo nº 1 le echamos 5ml.

    Al tubo nº 2 le echamos 7 ml.

    Pasamos al espectrofotómetro

       

    Preparamos un vaso de precipitado con agua destilada para lavar y una pipeta pasteur.

    1 al tubo blanco primero le echamos el agua destilada ¾ partes.

    2 del tubo dos le echamos ¾ partes y enjuagamos la pipeta pasteur.

    3 del tercer tubo le echamos ¾ partes ,igual.

    4 igual..

    5 igual

     Ahora vamos a calibrar, hay que ponerlo en la posición B ( blanco).

     le damos a CELL y para calibrar AUTOCERO.





    Tubo1
    0
    Tubo 2
    1,039
    Tubo 3
    1,974
    Tubo 4
    2,110
    Tubo 5
    2,883



    Ahora cogemos

    1 tubo, 1 grifo = 0,105

    2 tubo, 2grifo = 0,118

    3 tubo, 1 mineral = 0,018

    4 tubo, 2 mineral = 0,764



    Tubo 1
    concentración
    absorbancia
    X2
    Y2
    x. y
    1
    0
    0
    0
    0
    0
    2
    0.25
    1,039
    0,0625
    1.08
    0,26
    3
    0,5
    1,974
    0,25
    3,9
    0,987
    4
    1
    2,110
    1
    4,45
    2,11
    5
    2
    2,883
    4
    8,31
    5,766
    sumatorio
    3,75
    8,006
    5,31
    17,73
    9,123



    X= 0,94                     x2= 1,33             
          
    Y = 2,001                 y2= 4,432













    tubo1 concentracion absorbancia x^2 Y^2 X*Y
    1 0 0 0 0 0
    2 0,25 1.039 0,0625 1,08 0,26
    3 0,5 1.974 0,25 3,9 0,987
    4 1 2.110 1 4,45 2,11
    5 2 2.883 4 8,31 5,766
    sumatorio 3,75 8.006 5,31 17,73 9,123
    mediax 0,9375
    MEDIA Y 2,0015
    sx 0,427894555
    Sy 1,386914994
    sxy 5,33722
    r 4,050807974
    a 5,913817175
    b -0,77232687
    Concentracion absorbancia
    7,657142856